药理学实验与学习指导(txt+pdf+epub+mobi电子书下载)

作者：马剑茵

出版社：浙江大学出版社

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药理学实验与学习指导试读：

药理学是研究药物与机体（包括人体和病原体）相互作用及其规律的科学，包括药物效应动力学和药物代谢动力学两个主要的分支学科。药理学的学科任务主要是以化学和其他生命科学的基本理论知识为基础，采用科学实验的方法，研究开发新药及发现药物新用途，阐明药物的作用和作用机制，为临床合理用药提供理论依据。因此，药理学既是理论科学，又是实践科学。

药理学实验研究是在严格控制的条件下，在整体、器官、组织、细胞和分子水平，观察药物的药理作用并探究和分析其作用机制。常用的药理学实验方法有整体和离体功能检测法、行为学实验方法、形态学实验方法、电生理学方法、生物化学和分子生物学方法、免疫学方法、生物检定法以及化学分析方法等。

根据实验目的和对象不同，目前，药理学实验常分为以下3类：①实验药理学方法：以健康动物（包括清醒动物和麻醉动物）和正常器官、组织、细胞、亚细胞、受体分子和离子通道等为实验对象，进行药物效应动力学和药物代谢动力学的研究。实验药理学方法对于分析药物作用、作用机制及药物代谢的体内过程具有重要意义。②实验治疗学方法：是以病理模型动物或组织器官为实验对象，观察药物治疗作用的一种方法。实验治疗学方法既可在整体动物上进行，也可用培养细菌、寄生虫及肿瘤细胞等方法在体外进行。③临床药理学方法：以健康志愿者或患者为对象，研究药物的作用和作用机制、体内过程以及不良反应，并对药物的疗效和安全性进行评价，促进新药开发，保证临床合理用药。

一、药理学实验课的目的和要求（一）实验课的目的

药理学实验课是药理学教学的重要组成部分，是理论课的延伸和补充，对药理学的发展起着推动作用，对寻找新药及临床医学的发展也有着直接的影响。其目的是：

1.验证药理学中某些重要的基本理论，巩固和加强对理论知识的理解，更牢固地掌握药理的基本概念。

2.训练基本技术操作，掌握药理学实验的基本方法，培养严肃认真的科学态度和实事求是的科学作风。

3.培养学生对事物进行观察、比较、分析、综合等解决实际问题的能力。

4.学习新药临床前药理学研究方法，为从事新药的药理学、毒理学研究打下基础。（二）药理学实验的要求

1.实验前要仔细阅读实验指导，预习有关实验内容，明确实验目的及要求，领会实验原理，熟知实验方法和步骤；要了解相关仪器的基本结构和性能，掌握其正确的操作方法。预测实验各个步骤可能出现的情况，注意实验中可能发生的问题。

2.身穿白大衣，按时进入实验室，保持实验室安静、整洁。实验开始前，每组成员要做好分工，如手术者、助手、仪器操作者、记录者等。要清点所用器材和药品、试剂，检查仪器性能，并正确调试仪器。认真观看指导老师的讲解和示教，特别注意教师所强调的实验过程中的注意事项，培养有条不紊的工作习惯。

3.实验时，爱护实验动物和实验器材，节约试剂和药品，严格按照实验指导中的步骤循序进行操作。态度要严肃，操作要规范，记录要认真。密切观察实验对象，随时记录动物对药物的反应时间、表现及转归。实验中出现意外或自己无法解决的情况，应立即向指导教师报告。积极思考，结合所学药理学理论预测并判断实验结果。培养独立操作能力和严谨、认真、求实的科学态度。

4.实验结束后，要将实验器材、用具及实验台整理、擦洗干净，清点所用器材和药品、试剂，检查仪器性能状况，记录仪器使用情况。将动物放到指定地点，并做好室内清洁卫生。

5.按照实验指导要求，整理实验结果，进行比较分析、统计处理并撰写出合格的实验报告，按时交给指导教师评阅。整理实验结果和撰写实验报告是完成每项实验后的总结工作，必须认真。

二、药理学实验的基本知识（一）实验结果的记录和整理

实验过程中，应随时详细而真实地记录实验中观察到的现象，即做好原始记录；实验结束后，应对原始记录进行整理和分析。

1.原始记录原始记录包括实验项目、日期、组别、室温等常规相关资料，以及实验过程中各项实验处理的起止时间和方式、实验中所观察到的各种变化和结果，等等。药理实验记录有计量资料（如血压值、心率数、瞳孔大小、体温变化、生化测定数据和作用时间等）、计数资料（如阳性反应或阴性反应数、死亡或存活数等）、仪器描记的曲线图、照片和现象记录等。凡属计量资料和计数资料，均应以正确的单位和数值作定量的表示。凡有描记曲线记录的实验，应有实验前的对照，并应随时在实验中的曲线图上标注说明，包括实验日期、实验题目、实验动物种类、性别、体重、给药量及其他实验条件等；对较长的曲线记录，可选取出现典型变化的段落，剪下后粘贴保存。

2.原始记录的整理整理数据时，计量资料和计数资料均应加以概括、归纳，得出简明的数值（如平均数），应做统计学处理，以保证结论的可靠性。尽可能将有关数据制成表格或统计图，使实验结果有重点地表达出来，以便阅读、分析和比较。制作表格时，常采用三线表。绘图时，一般以纵轴表示反应强度，横轴表示时间或药物剂量，并应在纵轴和横轴上列出数值刻度并标明单位，在图的下方注明实验条件。如果不是连续性变化，也可用柱形图表示。实验结果的整理，必须以绝对客观的态度进行，不论预期内的结果或预期外的结果，均应留样。（二）撰写实验报告

药理实验课是模拟的科学研究实验，实验结果是可预测的科学发现，实验报告则是实验结果的科学总结，是向旁人提供研究经验及供本人日后参考的重要资料，相当于一篇短小的科研论文。通过认真总结，可将实验过程中获得的感性认识提高到理性认识，明确已经取得的成果、尚未解决的问题，为今后从事科研工作打下基础。

实验报告的书写要求结构完整，条理清晰，文字简练，书写工整，措辞注意科学性和逻辑性。完整的实验报告应包括实验题目、实验目的、实验材料、实验方法、实验结果、讨论和结论等部分。

1.实验题目相当于科研论文的题目，是对整个实验工作的高度概括。实验指导中每个实验的题目比较明确，应仔细体会其含义。

2.实验目的相当于论文的引言，主要说明为什么实验及实验的意义。

3.实验方法是实验操作的具体步骤，实验指导中虽有详细的说明，但应根据具体实验内容进行简述。如果实验仪器或方法有所变更时，则应详细记录。

4.实验结果是实验报告的核心部分，各种数据资料、图像记录和现象的描述需绝对保证其真实而准确。凡计量资料和计数资料，应尽可能进行必要的统计学处理，然后制作成三线表和/或统计图；图像要选取典型变化部分进行测量、统计、剪贴。实验报告上一般只列经过归纳、整理的结果，但原始记录也应保存备查。

5.讨论是应用已知的理论对实验结果进行分析。讨论应针对实验中所观察到的现象与结果，联系课堂讲授的理论知识，进行分析与讨论；要判断实验结果是否为预期的，如果属于非预期的结果，则应重点分析其产生的可能原因，切忌离开实验结果去空谈理论。

6.结论是实验报告的精华，是从实验结果归纳而得出的概括性的判断，也是针对实验所能说明的问题、验证的概念或理论的简要总结。结论应简明扼要，不要重复具体结果，未获充分证据的分析不能写入结论。

三、药理学实验的基本技能（一）常用实验动物的捉持和给药方法

实验1.1小白鼠的捉持和给药方法【目的】

学习小鼠的捉持和给药方法。【材料】

小鼠3只，体重18～25g，雌雄不限。

鼠笼、天平、注射器、针头、小鼠尾静脉注射用固定箱、生理盐水。【方法】

1.捉持法以右手提鼠尾，将小鼠放于粗糙面上，轻轻向后拉扯其尾，可使小鼠固定于粗糙面上。以左手的拇指及食指捏其双耳及头部皮肤，无名指、小指和掌心夹住其背部皮肤和尾部，使头部朝上，颈部拉直但不宜过紧，以免窒息。

另一种捉持法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴，后用手掌及小指和无名指夹住其尾部，再以拇指及食指抓住两耳和头部皮肤。前者易学，后者便于快速捉拿给药。

2.腹腔注射以左手捉持小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。右手持注射器（选用5或6号针头）自下腹一侧向头部方向以45°刺入腹腔（角度太小易刺入皮下），注射药液（图13）。针尖进入腹腔有落空感。针头刺入不宜太深或太近上腹部，以免刺伤内脏。注射量一般为0.1～0.2mL/10g体重。试以生理盐水作腹腔注射练习。

3.皮下注射最好由两人合作，一人左手抓住小鼠头部，右手拉住鼠尾，另一人左手提起背部皮肤，右手持注射器（选用5或6号针头），将针头刺入背部皮下。一人注射时可把小鼠放置于金属网上，左手拉住鼠尾，小鼠以其习性向前移动，此时右手持注射器将针头刺入背部皮下。注射量一般为0.1～0.2mL/10g体重。试以生理盐水作皮下注射练习。

4.灌胃左手捉持小鼠，使头部向上，右手持灌胃器，先从口角插入口腔内，然后用灌胃管压上腭，使口腔与食管成一直线，再将灌胃管沿腭后壁轻轻插入食管2～3cm，如灌胃管插入很通畅，无阻力，插入后动物安静、呼吸无异常，即可注入药液。如遇有阻力，应抽出灌胃管重新插入。药液误注入气管内，可致动物死亡。推注药液后轻轻抽出灌胃管。操作宜轻柔，防止损伤食管。灌胃体积按体重计算，一次0.1～0.2mL/10g体重；空腹灌胃最大体积，每只不超过1mL。

5.尾静脉注射将小鼠置于特制固定器内，露出尾巴，涂擦75%酒精，使血管扩张。将鼠尾拉直，用拇指与中指拉住尾尖，食指压迫尾根使尾静脉充盈，选择鼠尾部一根扩张最明显的血管，用4号针头刺入尾静脉内，缓缓注入药液。注射体积一般为0.2～1.0mL。

实验1.2大鼠的捉持和给药方法【目的】

学习大鼠的捉持和给药方法。【材料】

大鼠2只，体重180～250g，雌雄不限。

鼠笼、天平、注射器、针头、大鼠尾静脉注射用固定箱、手套一副、生理盐水。【方法】

1.捉持法右手拇指和食指抓住鼠尾，提起放在鼠笼盖上；左手戴防护手套，拇指和食指握住大鼠头颈部，其余手指捏住大鼠背部和腹部，将大鼠固定。

2.灌胃同小鼠，灌胃体积一次0.3～0.5mL/100g体重；每只一般不超过2mL。

3.腹腔注射同小鼠，给药量1～2mL/100g体重。

4.静脉注射大鼠麻醉后可从舌下静脉或尾静脉注射给药。注射前需充分加温或用二甲苯涂擦使尾静脉扩张。

实验1.3家兔的捉持和给药方法【目的】

学习家兔的捉持和各种给药方法。【材料】

家兔2只，体重2～3kg，雌雄不限。磅秤、注射器、生理盐水。【方法】

捉持法用一手抓住兔颈背部皮肤，将兔提起，再用另一手托住其臀部，使兔呈坐位姿势。（二）常用实验动物的麻醉方法

1.局部麻醉常用的有表面麻醉、浸润麻醉和阻滞麻醉等，麻醉药可选用1%盐酸普鲁卡因和2%盐酸丁卡因，表面麻醉宜用2%盐酸丁卡因。

2.全身麻醉（1）吸入麻醉小鼠和大鼠常采用乙醚吸入麻醉，可将实验动物置于加盖的玻璃容器中，把浸有乙醚的棉球或纱布投入容器内，加盖密闭。动物吸入乙醚蒸汽后，很快即可进入麻醉状态。乙醚麻醉的优点较多，如麻醉深度易于掌握，麻醉后恢复较快，适用于时间较短的实验。但乙醚刺激性较大，可使呼吸道黏液分泌增加，容易引起窒息，剂量较大还可影响呼吸系统和循环系统的功能，麻醉过程中应予以注意。（2）注射麻醉适用于各类实验动物，常采用静脉注射（iv）、肌内注射（im）和腹腔注射（ip）等方法。常用麻醉药物有3%戊巴比妥钠、5%硫喷妥钠和20%氨基甲酸乙酯等。

戊巴比妥钠为白色粉末，用时配成1%～3%的溶液静脉或腹腔注射。其作用发生快，持续时间3～5h。但戊巴比妥钠对呼吸中枢有抑制作用，在静脉注射时，前1/3剂量可快速注射，以快速渡过麻醉兴奋期；后2/3剂量则应缓慢注射，并密切观察动物的肌肉紧张状态、呼吸的频率和深度及角膜反射。

硫喷妥钠为浅黄色粉末，其水溶液不稳定，故需用前临时配制成2.5%～5%溶液。一次静脉注射给药可维持0.5～1h，实验时间较长时可重复给药，维持量为原剂量的1/10～1/5。

氨基甲酸乙酯亦称乌拉坦，常用于兔、狗、猫、蛙等动物，使用时常配成20%～25%的溶液。氨基甲酸乙酯的优点是价廉，使用简便，麻醉作用强而迅速，一次给药可维持4～5h，且麻醉过程较平稳，动物无明显挣扎现象。缺点是苏醒慢，麻醉深度和使用剂量较难掌握。（三）常用实验动物的取血方法

1.小鼠、大鼠取血法（1）尾静脉取血将鼠装入固定器内，使鼠尾露在外面，用手揉擦或用温水（45～50℃）加温，亦可用二甲苯涂擦，使尾静脉充血。剪去鼠尾尖（大鼠5～10mm，小鼠1～2mm），用手从尾根部轻轻向尾尖部挤压，可以取到数滴血。（2）球后静脉丛取血左手从背部抓住鼠，拇指与食指捏住鼠头颈部皮肤与粗糙笼面，侧压鼠头部阻滞静脉回流，使眼球后静脉丛充血，眼球外突。右手持1%肝素溶液浸泡过的特制吸管（管长7～10cm，前端拉成毛细管，内径0.1～1.5mm，长为1cm左右，后端的管径为0.6cm左右），沿内眦眼眶后壁刺入，向眼球后推进3～5mm，轻轻旋转，血液即自动进入吸管。取血后，放松左手压力，出血可自然停止。必要时可在同一部位反复取血。（3）断头取血用左手握住鼠背部，露出颈部，右手持剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉，立即将鼠颈向下，将鼠血滴入事先已准备好的加有抗凝剂的容器中。

2.家兔取血法（1）耳中央动脉取血用手揉擦兔耳使兔耳充血，左手固定住兔耳，右手持注射器，在兔耳中央动脉的末端，沿着动脉向心方向穿刺入动脉（一般用6号针头），动脉血立即进入针筒，取完血后立即压迫止血。应注意的是，中央动脉抽血容易发生痉挛性收缩，必须让兔耳充分充血，当动脉扩张，未发生痉挛性收缩前立即抽血。（2）耳缘静脉取血用手揉擦兔耳，或用二甲苯涂擦，也可用白炽灯照射加温，并压迫耳根部，使静脉充血扩张。若以液状石腊涂擦耳缘可防止血液凝固。用手术刀片将静脉刺破后，让血液自然滴入已放抗凝剂的试管中。也可用7号针头穿刺入耳缘静脉取血。取血后立即压迫止血。（3）颈动脉取血先将家兔麻醉，将其仰位固定于兔手术台上，除去颈部被毛，于颈部正中切一长约3cm的小口，钝性分离各层组织。于气管一侧暴露颈总动脉，仔细分离并结扎远心端，近心端用动脉夹夹住。将动脉剪一切口，插入动脉套管并用线固定，松开动脉夹即可取血。如需反复取血，可在每次取血后注入少量抗凝生理盐水冲洗动脉套管，然后关闭动脉套管以备用。（4）心脏取血将家兔仰卧固定于手术台上，剪去胸部被毛。用左手触摸左侧第3～4肋间，选择心跳最明显处。一般由胸骨左缘外3mm处，将7号注射针头垂直插入第3肋间腔，当注射针头接近心脏时，就会感觉到心脏的跳动，将针头再向里穿刺即可进入心室。当针头准确地刺入心腔内时，兔血由于心跳的力量即可自然进入注射器。经6～7d后可重复行心脏穿刺术。家兔一次可取全血量的1/6至1/5。（5）股动脉取血先行股动脉暴露分离手术。血管分离后，在动脉下穿一根细线备提起用。取血时提起血管，用左手食指垫于血管下面，右手持注射器（7号针头），沿向心方向几乎与血管平行将针头刺入血管，即可取血。

3.犬取血法（1）小隐静脉、头静脉取血前肢内侧皮下的头静脉或后肢外侧小隐静脉取血，剪去局部被毛，用橡皮带扎紧肢体向心端，手指固定静脉，用注射器针头刺入静脉取血。（2）股动脉取血将犬仰位固定于手术台上，由助手将后肢向外拉直，暴露腹股沟，剪去被毛。术者左手食指与中指触摸股动脉搏动部位，并固定好血管。右手持注射器，针头与皮肤呈45°角，由动脉搏动最明显处直接刺入血管。取血后需较长时间压迫止血。第2章RM6240生理信号采集处理系统

RM6240生理信号采集处理系统，是综合应用最新多媒体计算机技术，先进的电子技术和数字信号处理技术，基于现代医学功能实验的要求，总结长期医学实验教学的经验研制而成的产品。RM6240生理信号采集处理系统由放大器、记录仪、刺激器和示波器组成，集生物信号采集、放大、显示、记录与分析为一体。系统功能强大而且灵活，能满意地完成各种医学功能实验。

RM6240生理信号采集处理系统的主要特点

RM6240生理信号采集处理系统使用Windows风格的中文图形界面，在Windows98/2000等平台上运行，能够实现数据共享，可灵活地将实验数据嵌入到Word、Excel等通用软件中，操作简便易学。

RM6240系统可处理多种生理信号，具有信号实时显示、记录、波形分析、编辑、处理、打印等多种功能，具有强大的标记管理、程控记录、连续打印、自动分析功能。RM6240系统采用12位A/D转换器，采样频率高达100khz。系统具有全隔离程控刺激器、多道多功能全程控放大器。每一通道的放大器均可作生物电放大器、血压放大器、桥式放大器使用。配上不同的换能器，还可用作肺量计、温度计、ph计，还可计滴、监听。符合国际标准的12导联转换器，可同时在任意通道观察不同的心电导联波形。可在任意通道对各通道动态地进行微分、积分、频谱分析及相关分析、面积及频率直方图、波形叠加、压缩、展开等数据处理。

RM6240系统为几乎所有的生理实验教学项目开发了实验项目，预设置了这些实验项目的参数，实验时只要选中相应的项目，系统即自动设置好了该实验所需的实验参数。实验时也可根据实际情况对参数稍加调整。也可自定义实验项目，所设实验参数可自动保存，便于下次调用。可满足医学院校的生理学、病理生理学、药理学的实验教学需求，并可用于医学科研，使实验更加得心应手。

RM6240使用方法和常用参数

一、使用方法（一）仪器的启动

打开仪器背面的电源开关，启动计算机，在Windows环境下用鼠标双击桌面系统软件图标进入系统环境。应注意开机顺序：先开启外置仪器电源，然后再进入“实验系统”。如果未开外置仪器即进入“实验系统”，系统无法进行“示波”或“记录”，此时应退出软件系统，开启外置仪器电源后再进入系统。（二）选择实验项目

实验菜单对话框

用鼠标点开显示屏上端菜单条的“实验”菜单，然后用鼠标单击“实验”栏目中要进行的“实验项目”，如“循环”栏目中的“兔动脉血压调节”项，系统即自动设置好实验参数，弹出刺激器对话框，并处于示波状态。（三）设置实验标记

在“实验”菜单的下文根据实验需要选择相应的标记组，系统可将该组标记调入系统实验界面的标记框内供实验使用。如在做“兔动脉血压调节”时，应选择标记组中的“兔动脉血压调节组”。在动态记录波形时，当选择了适当的标记组后，通过空白框的下拉键可选择需要的内容。需要加入标记时，点击“打标记”实验标记组对话框。（四）调节实验波形

点击工具条记录按钮，在示波状态下，根据观察实验结果的需要，通过调节位于屏幕上显示通道右侧的灵敏度键，可改变实时显示的实验结果波幅，必要时还可调节刺激幅度。实验中欲改变实验记录曲线波形的疏密，可调节生物信号采集处理系统的放大器扫描速度键。（五）开始记录

在示波状态下获得满意的实验结果后，点击工具条的记录按钮，或用鼠标点击刺激器对话框内的“记录当前波形”键，系统即开始记录当前实验结果，并以临时文件的形式予以保存。如在实验中需暂停实验记录，可点击工具条的暂停按钮。实验结束时，点击工具条的停止记录按钮，结束记录。在实验中如需用刺激器，可点击工具条的刺激按钮，系统将弹出刺激器对话框，可根据实验需要，选择适当刺激参数进行刺激。（六）保存实验结果

由于“记录当前波形”键记录的是临时文件，若需长期保存，在实验结束退出系统前必须正式保存当前实验文件，方法是：打开文件菜单，点击“另存为”命令，在弹出的对话框中给文件命名，选择保存位置后点击对话框中的“保存”按钮即完成实验结果的保存。若保存了多幅波形，每幅波形作为一个子文件存在，以后可用“ＰgUp”与“pgDn”翻页查找。如要重新观看实验结果，可点击开始反演按钮，开始自动重复反演当前实验所记录的波形。为便于今后查找，各实验小组应建立各自的文件夹，在本组的文件夹中再建立当前实验的文件夹，并将实验结果保存在该文件夹中。（七）打印实验结果

RM6240生物信号采集处理系统设置了多种打印模式打印实验结果，但在实际使用时一般可利用系统的鼠标捕捉功能（点击鼠标捕捉工具按钮），在信号显示记录区的相应通道欲复制的实验图的左上角，单击鼠标左键并点住，确定一个实验结果图形区域后，释放鼠标左键，即可将该区域的实验图形复制到剪贴板上，然后粘贴到事先打开的Ｗord文档，编序命名后进行打印。

二、常用的参数

在RM6240B/C系统软件中已预设置了大量实验项目软件包，为方便快速地完成实验，可利用系统预设置的软件包。也可参考下列实验项目参数表来自由地设计和完成各种实验。（一）有关实验的刺激器参数（二）有关实验的放大器参数

RM6240系统的实验结果测量

RM6240系统对各项实验结果具有较强的测量功能，便于对实验结果进行定量分析。结果测量时，在“选择”菜单中选择“专用测量”的各项功能后，系统将根据需要在各对话框中选定测量参数，自动在数据板中给出相应参数值。现将专用静态统计测量功能简介如下：

一、肌肉收缩张力测量（一）肌肉收缩单波分析（二）肌肉收缩连续波分析

于某通道选择该项后，用鼠标左键在其对应波形上选择A、B两点，以确定测量区域，系统将自动在数据板中给出测量区间内肌肉收缩连续波（或其他相似波形）的相关参数。二、压力测量（一）动脉血压的测量“全屏平均值”和“全屏原始值”为自动测量方式，用于显示当前屏血压原始波形的基本参数。全屏平均值包括：所有周期波的收缩压、舒张压、平均压、脉压差、心率、间期的平均值。全屏原始值包括：各周期波的收缩压、舒张压、平均压、脉压差、心率、间期值。

以上测量值将在数据版中自动显示，同时在通道上部有一条蓝色参考线（线条分别对准血压波的收缩压和舒张压，用于监视测量准确性）。“区域”为手动测量方式。测量方法如下：于某通道“选择”菜单中选择“专用静态统计测量”、“压力动脉血压测量平均值”后，用鼠标左键在其对应波形上选择A、B两点，以确定测量区间，系统将自动在数据板中给出所示相应参数值。（二）心室内压测量“全屏平均值”和“全屏原始值”为自动测量方式，用于显示当前屏血压原始波形的基本参数。全屏平均值包括：所有周期波的LVSp、LVEDp、心率、+dp/dtmax、-dp/dtmax和tdp/dtmax的平均值。全屏原始值包括：各周期波的LVSp、LVEDp、心率、+dp/dtmax、-dp/dtmax和tdp/dtmax值。以上测量值将在数据板中自动显示，同时在通道上部有一条蓝色参考线（线条分别对准血压波的收缩压和舒张压，用于监视测量准确性）。“区域”为自动测量方式。测量方法如下：用鼠标左键在其对应波形上选择A、B两点，以确定测量区域，系统则自动在数据板中给出测量区间内心室内压的相关参数（三）中心静脉压（CVp）

四、呼吸波测量（一）单波分析

于某通道“选择”菜单中选择“专用静态统计测量”、“呼吸通用测量单波”后，用鼠标左键在其对应波形上选择A、B、C三点，以确定测量区域，则系统将自动在数据板中给出所示相应参数值。（二）连续波压力分析

于某通道“选择”菜单中选择“专用静态统计测量”、“呼吸通用测量连续波”后，用鼠标左键在其对应波形上选择A、B两点，以确定测量区域，系统将自动在数据板中给出测量区间内呼吸波的相关参数。

五、生物电测量（一）神经放电

于某通道“选择”菜单中选择“专用静态测量统计”、“生物电放电”后，参照图所示，用鼠标左键在其对应波形上选择A、B、C三点（AB为测量区域，C为测量阈值线），系统将自动在数据板中给出起始时刻、终止时刻、阈值以及其他相应参数值。改变阈值线，保持区间范围不变，只需再在波形合适的地方点击，就会继续将结果输出在数据板上；改变测量区间，需在该通道先点一下鼠标右键，然后再按以上步骤点击A、B、C三点；若要取消该功能，只需在“选择”菜单中再点一次该项即可。（二）心肌动作电位

于某通道“选择”菜单中选择“专用静态统计测量”、“生物电心肌动作电位”后，用鼠标左键在其对应波形上选择A、B两点，以确定测量区域，系统将自动在数据板中给出所示相应参数值。（三）神经干动作电位

于某通道“选择”菜单中选择“专用静态统计测量”、“生物电神经干”后，用鼠标左键在其对应波形上选择A、B两点，以确定测量区域，系统将自动在数据板中给出如表212所示相应参数值。图中C点为Amax点到Amin点的波形与基线y=0的交点。（四）兴奋性突触后电位（EpSp）（五）神经干传导速度测量

实验中测定神经干传导速度可点击传导速度测量工具按钮，进入该测量后，在弹出的对话框内输入电极距离。选择自动测量，即可完成测量并将结果显示在数据板上。第3章药理学总论实验

实验3.1药物剂量对药物作用的影响【目的】

观察药物的不同剂量对其作用的影响。【原理】

药物剂量大小决定药物在体内浓度的高低和作用的强弱，在一定范围内药物剂量与作用的强度成正比，超过此范围可能发生毒性反应，甚至死亡。尼可刹米为呼吸中枢兴奋药，大剂量可兴奋脊髓引起惊厥甚至死亡。本实验通过同一药物不同剂量的作用比较，证实药物作用与药物剂量密切有关。【材料】

调剂天平（100g），鼠笼或烧杯（1000mL），1mL注射器4支，5号针头4个，0.5%、1%、2%和4%尼可刹米溶液，小鼠4只。【方法与步骤】

1.取小鼠4只，涂色标记，称重，观察并记录正常活动情况。

2.各鼠分别腹腔注射0.5%、1%、2%和4%尼可刹米溶液0.1mL/10g（即0.5mg/10g，1mg/10g，2mg/10g，4mg/10g）。记录给药时间。

3.将小鼠置于大烧杯或鼠笼中，观察给药后活动有无变化，如呼吸频率的变化，是否出现惊厥，以及惊厥出现的时间和转归等。

4.观察指标说明：①成年小鼠的呼吸频率为136～216次/min，注意观察胸部两侧被毛活动情况；②出现惊厥时，可见小鼠竖尾，四肢、躯干骨骼肌与面部肌肉非自主地强直与阵挛性抽搐。【结果】

将实验结果记录于表中。【思考题】

1.简述药物量反应、质反应、个体差异的概念与意义。

2.根据尼可刹米中枢作用实验，简述药物剂量大小与药理作用强弱的关系。

3.简述中枢兴奋药临床应用的注意事项。

实验3.2给药途径对药物作用的影响【目的】

观察不同给药途径对药物作用的影响。【原理】

给药途径决定药物进入血液循环的速度快慢、血药浓度的高低，从而影响药物发挥疗效的快慢与强弱，甚至决定药理作用性质的变化。戊巴比妥钠为镇静催眠药，其作用机制是选择性抑制脑干网状结构上行激活系统，使大脑皮层的兴奋性降低。随着剂量由小到大，中枢抑制作用由浅入深，相继出现镇静、催眠和麻醉。本实验对家兔应用较大量的戊巴比妥钠，通过改变给药途径，证实同一药物不同给药途径其药理作用也有所不同。【材料】

5mL注射器1个，6号针头1个，棉球，磅秤1台，3%戊巴比妥钠溶液，家兔2只。【方法与步骤】

取健康家兔2只，称体重后涂色标记，观察正常活动，检查肌张力、翻正反射及呼吸情况。以3%戊巴比妥钠溶液1mL/kg剂量，甲兔耳静脉缓慢注射，乙兔肌内注射。记录给药时间，观察并比较两兔翻正反射消失的时间、肌张力变化和呼吸抑制的程度。【结果】

将实验结果记录于表中。【思考题】

给药途径与药物作用有何关系？其临床意义如何？

实验3.3肝脏功能状态对药物作用的影响【目的】

观察肝脏病理功能状态对药物作用的影响。【原理】

肝脏是药物代谢的重要器官，肝功能不全时主要经肝代谢的药物易受影响。四氯化碳是一种对肝细胞有严重毒性作用的化学物质，可导致肝损害，使肝脏代谢能力下降。四氯化碳中毒的动物常被作为中毒性肝炎的动物模型，用于筛选保肝药物。本实验采用四氯化碳制作肝损害的病理模型，观察肝功能对戊巴比妥钠麻醉作用持续时间的影响。【材料】

小鼠2只，天平，1mL注射器，鼠笼，0.3%戊巴比妥钠溶液，10%四氯化碳溶液，生理盐水。【方法与步骤】

1.取性别相同、体重相近的2只小鼠，在试验前24h，分别皮下注射10%四氯化碳0.2mL/10g和生理盐水0.2mL/10g。

2.2只小鼠分别腹腔注射0.3%戊巴比妥钠溶液0.1mL/10g（即0.3mg/10g），记录给药时间。观察动物的翻正反射消失情况，记录药物作用的潜伏期和持续时间。

3.实验结束时，将小鼠处死（用颈椎脱臼法），剖取肝脏，比较2只小鼠的肝脏外观有何不同（四氯化碳中毒小鼠的肝肿大）。【结果】

将上述观察到的结果填入表中，并结合全班实验结果，比较不同肝功能状态对药物作用的影响，最好能进行统计分析。【思考题】

1.肝功能不全时戊巴比妥钠麻醉作用时间有何变化？

2.该实验结果对临床用药有什么指导意义？

3.简述肝功能不全时，主要经肝代谢药物的应用注意事项。

实验3.4水杨酸钠血浆半衰期的测定【目的】

了解用比色法测定水杨酸钠血浆浓度和计算其半衰期的方法。【原理】

在酸性条件下，水杨酸钠解离为水杨酸，后者与FeCl3生成一种紫色络合物。该络合物在520nm波长处，其吸光度与水杨酸钠浓度成正比。本实验采用分光光度法测定水杨酸钠的血药浓度并计算其血浆半衰期。【材料】

1.动物家兔1只。

2.药品10%水杨酸钠溶液，0.02%水杨酸钠标准液，10%三氯醋酸溶液，10%三氯化铁溶液，0.5%肝素，20%乌拉坦，蒸馏水。

3.器材10mL试管，试管架，移液管（0.5mL、1.0mL、5.0mL），注射器（5mL），针头，玻璃铅笔，吸球，分光光度仪，离心机，兔手术台。【方法与步骤】

1.取4支试管编号后各加10%三氯醋酸溶液3.5mL。

2.取家兔1只，称重后耳缘静脉注射乌拉坦1g/kg麻醉，将其背位固定于兔手术台上。分离出一侧颈动脉（或股动脉），用预先以0.5%肝素润湿过内壁的注射器从颈动脉（或股动脉）取血2.0mL，分别置于1号管和2号管内各1.0mL，摇匀静置。

3.由耳缘静脉缓慢注射10%水杨酸钠溶液2.0mL/kg（即200mg/kg），给药后10min和60min各取血1.0mL，分别置入3号管和4号管内，摇匀静置。

4.1、3、4号管内各加入蒸馏水1.0mL，2号管内加入0.02%水杨酸钠标准液1.0mL（即0.2mg），摇匀。

5.将4支试管离心5min（1500～3000r/min），使血浆蛋白沉淀。

6.然后各管取上清液3.0mL，分别置于另一组相对应编号（1～4号）的试管中。每管各加入10%三氯化铁溶液0.5mL，摇匀，若管内含有水杨酸钠可显色。用分光光度仪在520nm波长处，用1号管调零点，测定2～4号管的吸光度值。【结果】

1.计算测定管药物浓度

将测定数据记录于表中，并根据以下公式分别计算测定管1、测定管2的药物浓度（C1，C2）：测定管药物浓度（μg/mL）=测定管吸光度值标准管吸光度值×标准管药物浓度（μg/mL）表水杨酸钠血药浓度测定。【注意事项】

1.本实验属分析性质，操作必须准确，否则不仅计算出的半衰期不准，而且有可能出现负值。

2.取血方法也可采取不麻醉家兔而直接从心脏或耳缘静脉取血。【思考题】

1.测定药物的t1/2有何临床意义？

2.不同个体水杨酸钠的t1/2不同，除个体差异外还有什么因素影响其t1/2？

实验3.5溴磺酞钠的药代动力学参数估算【目的】

以溴磺酞钠（BSp）为例，学习估算药代动力学参数的基本方法。【原理】

某些药物，在动物体内按一室模型处置，静脉注射后，血药浓度时间方程为一级动力学方程，即C=C0e-kt式中，k为药物消除速率常数，C0为t=0时的血药浓度。

上式经对数变换后得：lgC =lgC0-k2.303×t即血药浓度对时间t在半对数坐标纸上呈直线关系。

有关药动学参数的求算：

消除速率常数k=-2.303×b（时间-1）

半衰期t1/2=0.693/k（时间）

表观分布容积V=X0/C0（体积/体重）

消除率Cl=kV=0.693V/t1/2（体积/时间/体重）【材料】

家兔1只，离心管，试管，吸管，注射器，静脉插管，兔手术台，分光光度仪，2%溴磺酞钠溶液，肝素化生理盐水（10U/mL），草酸钾，2.5mol/L NaOh溶液，0.01mol/L hCl溶液，1%盐酸普鲁卡因溶液。【方法与步骤】

取家兔1只，称重，背位固定于手术台上，在一侧腹股沟部搏动处剪毛，用1mL 1%盐酸普鲁卡因作皮下局麻。纵切皮肤3～4cm，分离股静脉，在静脉下穿双线，结扎远心端，做静脉切口，插入与注射器相连的静脉插管（内充满肝素化盐水），结扎固定，检查取血是否顺利。静脉注射BSp每千克体重20mg/mL的药液，分别于注射后第2，4，6，10，15，20min由股静脉取血1.5～2mL，置于盛有草酸钾的试管中，轻轻摇动试管，使草酸钾均匀地溶解于血液中。每次取血样时，先舍去0.2mL左右血液，取后，补充等量生理盐水。将各试管离心（3000r/min，5min），分别取血浆0.5mL，转移入另一试管中，加入0.01mol/L hCl溶液5.5mL，混匀后在分光光度仪于波长540nm处测吸光度。测定后，加2.5mol/L NaOh溶液1滴，混匀后再进行吸光度测定，计算吸光度差值，利用差值从标准曲线上求出相应的血药浓度，利用lgCt作直线回归，求得斜率和截距，利用前面公式求出相应的药动学参数。【注意事项】

1.实验过程中，动作要轻，注意采血器用生理盐水吸洗，应尽量避免样品溶血，影响测定。

2.每次采血样时，应先取0.2mL血弃去，采血过程应尽可能轻快，确保血样时间准确。

3.样品离心前必须平衡，转速适中。第4章外周神经系统药物实验

实验4.1传出神经系统药物对兔瞳孔的影响【目的】

观察毒扁豆碱、毛果芸香碱、阿托品和去氧肾上腺素对家兔瞳孔的作用。【原理】

虹膜内有环形的瞳孔括约肌和辐射状的瞳孔开大肌两种平滑肌，前者受胆碱能神经支配并分布有M受体，后者受肾上腺素能神经支配并分布有α受体。毛果芸香碱属于M受体激动药，可直接兴奋M受体，使瞳孔括约肌收缩，瞳孔缩小。阿托品属于M受体阻断药，可阻断M受体，使神经递质Ach不能发挥作用，于是瞳孔括约肌松弛，而瞳孔开大肌作用相对较强，从而瞳孔散大。毒扁豆碱属于抗胆碱酯酶药，通过抑制胆碱酯酶活性，使Ach增加，兴奋M受体，使瞳孔括约肌收缩，瞳孔缩小。苯肾上腺素属于肾上腺素受体激动药，可直接兴奋α受体，使瞳孔开大肌向外周收缩，瞳孔散大。【材料】

滴管（大小相等），手术剪，量瞳尺1把，1%硝酸毛果芸香碱溶液，0.5%水杨酸毒扁豆碱溶液，1%硫酸阿托品溶液和1%盐酸去氧肾上腺素溶液，家兔2只。【方法与步骤】

取家兔2只，编号标记，放入兔固定箱，剪去眼睑的睫毛后，于适当强度的光线下用量瞳尺测量并记录两眼正常瞳孔直径（以mm表示）。然后，甲兔左眼滴1%硝酸毛果芸香碱溶液4滴，右眼滴1%硫酸阿托品溶液4滴；乙兔左眼滴0.5%水杨酸毒扁豆碱溶液4滴，右眼滴1%盐酸去氧肾上腺素溶液4滴。滴眼时应先用手指将下眼睑拉成杯状并压住鼻泪管（防止药液流入鼻泪管及鼻腔而吸收），滴药后约1min将手放开，任药液自溢。滴药15min后，在光照强度与用药前一致的条件下，再测甲、乙两兔两眼瞳孔直径，并记录之，比较用药前后之不同。【结果】

将测定数据记录于表中。【注意事项】

1.测量瞳孔时不能刺激角膜，否则会影响瞳孔大小。

2.在各次测量瞳孔时，光源的强度及照射角度务求一致，以免影响实验效果。【思考题】

1.简述本实验中应用的药物对瞳孔的作用机制及临床应用。

2.如果家兔两眼去神经后，分别滴加毛果芸香碱和毒扁豆碱，瞳孔有何变化？为什么？

实验4.2药物对离体肠管的作用【目的】

学习离体动物平滑肌器官的实验方法，观察拟胆碱药和抗胆碱药对离体豚鼠回肠的作用。【原理】

动物的离体肠肌在适宜的营养液环境中，仍具有兴奋和收缩等特性。由于肠肌上分布有M受体和h受体等，当向营养液中加入乙酰胆碱、阿托品、组织胺和氯苯那敏等药物时，可与相应的受体结合，激动或阻断该受体，引起肠肌收缩或松弛。氯化钡是一种非受体作用的有毒化合物，对肠肌有直接的兴奋收缩作用，常用于药理实验中。【材料】

豚鼠1只；小剪刀，小镊子，培养皿，麦氏浴槽，胶管，通气钩，气泵，棉线，木槌；气泵，张力换能器，超级恒温器，生物信号采集处理系统；台氏溶液，acetylcholine chloride（1∶10万）溶液，0.1%atropine sulfate溶液，histamine phosphate溶液（1∶10万）（临用时新鲜配制），chlorpheniramine溶液（1∶100万），1%BaCl2溶液。【方法和步骤】

1.仪器连接连接装置，将张力换能器固定于铁支柱上，换能器输出线接微机生物信号采集处理系统输入通道。

2.仪器参数设置（1）RM6240系统点击“实验”菜单，选择“消化”或“自定义实验项目”菜单中的“消化道平滑肌生理特性”，系统进入该实验信号记录状态。仪器参数：通道时间常数为直流，滤波频率为10hz，灵敏度为1.5～3g，采样频率为100hz，扫描速度为25s/div。（2）MedLab系统点击“实验”菜单，选择“常用生理学实验”或“文件”菜单打开“配置”中的“肠肌收缩记录”项目，系统进入该实验信号记录状态。仪器参数：通道放大倍数为200～500，下限频率为DC，上限频率为10hz，采样间隔为5mshz。

3.离体肠管描记装置的准备麦氏浴槽中充以台氏液至固定水平面，调节超级恒温器的温度至37℃，保证麦氏浴槽内37±0.5℃恒温。通气管接气瓶（95%O2+5%CO2）或气泵出口。用螺丝夹调节通气管气流，通气速度以麦氏浴槽中的气泡以2个小气泡/s逸出为宜。

4.取豚鼠一只，用木槌击其头部处死，立即剖开腹腔，找到回盲部。然后，在离回盲部1cm处剪断，取出回肠约10cm一段，置于氧饱和的台氏液培养皿中。沿肠壁除去肠系膜，然后将回肠剪成数小段（每小段1～1.5cm），用5mL注射器吸取台氏液，将肠内容物冲洗干净，换以新鲜台氏液备用。注意：操作时勿牵拉肠段以免影响收缩功能。

5.取一小段肠管置于盛有台氏液的培养皿中，在其两端对角肠壁处，分别用缝针穿线，并打结。注意保持肠管通畅，勿使其封闭。肠管一端连线系于固定钩，然后放入37℃麦氏浴槽中。再将肠管的另一端加于拉力换能器上，并调节肌张力至适度。

6.观察项目（1）待离体回肠稳定10～30min后，记录一段正常收缩曲线，依次于麦氏浴槽中滴加下列药物。加入一种药液后接触2min，并观察收缩幅度，然后用台氏液连续冲洗2次，待基线恢复到用药前的水平后记录一段基线。再加入第二种药液。浴槽液体的容量每次都应一致。（2）加入1∶10万acetylcholine chloride溶液0.2mL（2μg），观察并记录其收缩幅度（若肠段未达到痉挛收缩，则适当增加药量），2～3min后换液。（3）重复以上Ach剂量，待收缩达最高点时，加入0.1%atropinesulfate溶液0.2mL，观察结果如何。不换液，待曲线恢复至基线或基本稳定后，再加入相同浓度的Ach，并与项目1结果相比较。（4）加入1∶10万histaminephosphate溶液0.3mL（3μg），待作用明显时（1～2min）迅速换液，使肠肌恢复正常。（5）加入1∶10万chlorpheniramine溶液0.2mL，5min后（不换液）加入同量histamine phosphate溶液，观察其反应。此结果说明什么？（6）加入1%BaCl2溶液1mL，观察其反应，当作用达最高点，肠段持续于痉挛收缩状态时，加入0.1%atropine溶液0.2mL（或更大剂量），对肠肌收缩有何影响？【结果】

记录各药物作用前后肠肌收缩曲线（包括正常对照曲线）。测量各药物作用前后肠肌的收缩张力。【注意事项】

1.回肠位于小肠的末端，平滑肌层较薄，自律性较低，越靠近回盲部自律性越低，基线越平稳。

2.结扎肠两端时切勿扎闭肠腔，否则会影响到标本的收缩功能和对药物的反应。【思考题】

分析和探讨各药物对肠肌收缩的影响及机制。

实验4.3传出神经药物对血压的影响【目的】

学习急性麻醉动物血压实验的装置和方法，观察传出神经系统药物对血压的影响，联系临床用途，分析受体激动剂和阻断剂对动脉血压的影响、作用机制及规律，从而加深对血压形成及药物作用机制的理解。【原理】

将动脉导管插入颈总动脉的向心端，可以测得动脉血流的端压。动脉血压是综合反映心血管功能的一个重要的指标。动脉血压的高低主要取决于心输出量、外周阻力、循环血量与血管容积等因素。因此，凡能影响心输出量、外周阻力及血量的各种因素均能影响动脉血压。在整体实验中，心血管活动受神经体液的调节。神经调节主要通过各种心血管反射而实现，其中较重要的反射是颈动脉窦和主动脉弓压力感受器反射即减压反射。支配心脏的传出神经有交感和迷走神经，而绝大多数血管都受交感缩血管神经支配。它们均通过其末梢释放的神经递质与心肌和血管壁平滑肌的相应受体结合而发挥其生理作用。交感神经兴奋时，心跳加快，收缩力加强，使心输出量增加；同时使血管收缩，外周阻力升高，从而使动脉血压升高。而心迷走神经兴奋时，心跳减慢，心收缩力减弱，使心输出量减少，动脉血压降低。

心血管活动除受神经调节外，还受血液中化学物质及相应药物的影响，拟肾上腺素药，如肾上腺素、去甲肾上腺素、异丙肾上腺素和多巴胺等，通过激动α和（或）β受体影响心脏和血管的活动，改变心输出量和外周阻力，进而影响动脉血压。外源性给予乙酰胆碱可产生类似心迷走神经兴奋时心脏抑制效应，并激动血管内皮细胞上的M受体，释放NO，舒张血管，降低外周阻力，从而降低动脉血压。酚妥拉明、普萘洛尔和阿托品等可通过阻断α受体、β受体和M受体而拮抗上述药物的效应作用。【材料】

1.器材哺乳类动物手术器械、兔手术台、动脉夹、动脉导管、RM6240生物信号采集处理系统、血压换能器、手术灯、铁支架、保护电极、有色丝线、注射器。

2.药品20%氨基甲酸乙酯溶液，1000U/mL肝素，肝素生理盐水，0.02g/L肾上腺素溶液，0.02g/L去甲肾上腺素溶液，0.02g/L异丙肾上腺素溶液，10g/L酚妥拉明溶液，2.5g/L普萘洛尔溶液，1∶10万乙酰胆碱溶液，0.1%硫酸阿托品溶液。

3.动物家兔（雌雄不限，体重2.0～2.5kg）。【方法与步骤】

1.准备检压系统将动脉导管与血压换能器相连，通过三通开关用肝素溶液充灌血压换能器和动脉导管，排尽血压换能器与动脉导管中的气泡，然后关闭三通开关备用。若血压换能器没有定标，要对血压换能器定标。

2.动物手术（1）麻醉与固定动物称重，按5mL/kg的剂量于耳缘静脉注射20%氨基甲酸乙酯麻醉。注意：麻醉剂不宜过量，注射速度不宜过快，且注意家兔的呼吸频率。将动物背位（仰卧）固定于兔手术台上。（2）手术操作剪去颈前部兔毛，沿正中线切开皮肤5～7cm，用止血钳纵向分离皮下组织，于正中线分开颈部肌肉，暴露气管，行气管插管术。将切口边缘的皮肤及其下方的肌肉组织向两侧拉开，即可在气管两侧见到与气管平行的左、右颈总动脉鞘。鞘内迷走神经、交感神经和降压神经与颈总动脉伴行，仔细辨认三条神经。用玻璃分针先仔细分离右侧减压神经，然后再分离右侧颈迷走神经和颈总动脉。每根神经、血管分离长度约2～3cm，并在迷走神经、右颈总动脉下，各穿一根不同颜色的丝线备用，在减压神经下穿两根丝线备用。分离左侧颈总动脉，穿两根丝线备用。行动脉插管术。注意动脉导管与动脉应保持在同一直线上，并防止插管滑脱。动脉导管另一端连血压换能器，并用肝素生理盐水将动脉导管、连接管和血压换能器内空气排尽。血压换能器与动物心脏保持同一水平。（3）压力检查将压力换能器三通阀开向侧管换能器，用注射器注入肝素生理盐水，使显示屏上的压力上升至100mmhg，然后将压力换能器三通阀开向导管换能器，并注意压力是否下降。（4）兔耳静脉给药装置将头皮针头刺入兔耳缘静脉中，另一端接10mL注射器，用生理盐水充满，并用胶布固定。

3.实验装置按图所示，将血压换能器的输入端与RM6240生物信号采集处理系统的通道1相连。将刺激电极输入端与刺激输出口相连，将刺激电极输出端与保护电极相连。

4.仪器启动打开RM6240生物信号采集处理系统电源，启动计算机，进入RM6240系统环境。在“实验”菜单中选择“循环”栏目中“兔动脉血压调节”项，进入示波状态，参照表42设置实验参数。

5.实验观察放开动脉夹，在示波状态下观察动脉血压的波形、幅度（幅度大小可通过调节放大器灵敏度来调节），显示正常后即可开始记录静息状态下家兔动脉血压曲线。（1）观察正常血压观察正常血压波动曲线［一级波（心搏波）：由于心室舒缩所引起的血压波动。二级波（呼吸波）：由于呼吸运动所引起的血压波动。三级波：常不出现，可能由于血管运动中枢紧张性周期性变化所致］及心率、血压参数。（2）观察拟肾上腺素药的作用

1）静脉注射0.02g/L肾上腺素0.1mL/kg，观察血压、心率及心律的变化。

2）静脉注射0.02g/L去甲肾上腺素0.1mL/kg，观察血压、心率及心律的变化。

3）静脉注射0.02g/L异丙肾上腺素0.1mL/kg，观察血压、心率及心律的变化。（3）α受体作用分析静脉注射α肾上腺素能受体阻滞剂酚妥拉明1mｇ/kｇ，观察动脉血压的变化。3～5min后，重复（2）项的1）、2）、3），剂量同前，观察血压变化和心率与前者有何不同。（4）β受体作用分析静脉注射β肾上腺素能受体阻滞剂普萘洛尔0.5mｇ/kｇ，观察血压、心率及心律的变化。5～10min后，重复（2）项的1）、2）、3），剂量同前，观察血压、心率及心律的变化。（5）观察拟胆碱药的作用静脉注入1∶10万乙酰胆碱溶液0.1mL/kg，观察血压、心率及心律的变化。（6）M受体作用分析静脉注入0.1%硫酸阿托品溶液0.1mL/kｇ，观察动脉血压的变化。5～10min后，重复第（5）项，剂量同前，观察血压、心率及心律的变化与前者有何不同。【结果】

1.将实验结果保存并打印输出。

2.在监视参数区“选择”菜单中点击“专用静态测量”，选择“压力动脉血压测量区域”工具，在信号显示区选定测量区域，测量处理前后①平均收缩压（mSp）、②平均舒张压（mDp）③平均动脉压（mAp）、④心率（hR）的变化。

3.制作实验结果数据表。全班各组实验数据以平均值±标准差表示，并用均数t检验统计分析处理前后差异的显著性。【注意事项】

1.麻醉应适量，注射不宜过快，全部药物可在3min左右注射完毕。

2.手术过程中应尽量避免出血。分离神经时应特别仔细，操作要轻，勿过度牵拉，以免损伤神经。

3.每观察一个项目，需待血压基本恢复正常后，再进行下一个项目的观察。

4.实验过程中应经常观察动物的状态（如呼吸、肢体运动等）。

5.颈动脉插管所用的塑料管均应肝素化，以防止凝固。插管口以靠远心端为宜，以便断裂后可在近心侧重插。实验中应注意保护颈动脉插管，以免家兔挣扎弄破血管壁。夹闭颈总动脉时，要避免过度牵拉，应尽可能在原位置上轻柔地进行。

6.用药浓度和剂量要求准确，以免效果不佳。【思考题】

1.比较肾上腺素、去甲肾上腺素和异丙肾上腺素对血压的作用特点，分析其机制。

2.为什么给予酚妥拉明和普萘洛尔前后，肾上腺素、去甲肾上腺素和异丙肾上腺素三种药物对血压的作用出现差异？分析其机制。

实验4.4有机磷药物中毒及解救【目的】

观察有机磷药物中毒的症状及血液胆碱酯酶的抑制情况。根据阿托品和碘解磷定对有机磷中毒的解救效果，初步分析两药的解毒机制。【原理】

在正常生理情况下，体内乙酰胆碱含量的维持依赖于神经突触部位的胆碱酯酶。胆碱酯酶受到抑制会引起体内乙酰胆碱含量明显增加，产生中毒症状。胆碱酯酶复活药能在短时间内使酶活性恢复，减轻或消除中毒表现。M受体阻断剂可直接对抗由M受体介导的各种症状。通过中毒表现及症状缓解情况分析两类药物对治疗有机磷中毒的协同作用和差异。【材料】

家兔2只，体重2.0～2.5kg，雌雄不限。

兔固定箱，注射器，测瞳尺，酒精棉球，干棉球。

5%敌百虫溶液，0.1%硫酸阿托品溶液，2.5%氯解磷定，血清胆碱酯酶活性测定盒。【方法与步骤】

1.取家兔2只，称重，标记。固定于兔箱中，观察并记录下列指标：呼吸频率与幅度、瞳孔大小、唾液分泌、尿粪排泄及有无肌震颤，并于耳缘静脉采血1mL，离心取血清，进行胆碱酯酶活性测定。

2.耳静脉注射5%敌百虫溶液120mg/kg。观察上述各项指标变化情况，待中毒症状明显时，记录各症状，若注射敌百虫20～25min后中毒症状不出现或不明显，再追加1/3剂量。于耳缘静脉采血1mL，离心取血清，进行胆碱酯酶活性测定。

3.立即给甲兔耳静脉注射0.1%硫酸阿托品溶液4.0mg/kg（即4.0mL/kg），乙兔静脉注射2.5%氯解磷定50mg/kg（即2.0mL/kg），观察两兔中毒症状是否减轻。待中毒症状明显减轻，记录以上各指标。若给药后中毒症状未见明显减轻，可再按初剂量的1/3追加。于耳缘静脉采血1mL，离心取血清，进行胆碱酯酶活性测定。【结果】

将上述各结果按表格式记录，并进行分析对比。【注意事项】

1.敌百虫为剧毒药，且可从皮肤吸收。如与手接触，应立即用清水冲洗，忌用碱性肥皂，因敌百虫在碱性环境下会变成毒性更强的敌敌畏。

2.给药前擦干唾液和尿粪，以利于实验观察。

3.剪去眼睫毛，以防测量瞳孔直径时引起眨眼。

4.因瞳孔大小受光线影响，所以在整个实验过程中不要随便改变兔箱位置，并保持光线条件一致。

5.本实验是为分析阿托品和氯解磷定的解毒机制而设计的。临床实际应用中，须将阿托品和氯解磷定联合应用才能获得最佳的解毒效果。因此，在实验结束后，两兔可以分别再加另一药物观察。【思考题】

试读结束[说明：试读内容隐藏了图片]

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